332_p1466_C1_7726

а) гликолиз и декарбоксилирование ПВК б) цикл Кребса и декарбоксилирование ПВК в) гликолиз и цикл Кребса

г) гликолиз и окислительное фосфорилирование д) цикл Кребса и окислительное фосфорилирование

20. Дыхательный биохимический процесс, в ходе которого происходит восстановление ФАД+:

а) окислительный пентозофосфатный путь б) окислительное фосфорилирование в) гликолиз г) глиоксилатный цикл д) цикл Кребса

21. Гликолиз является процессом:

а) циклическим, аэробным б) линейным, аэробным в) циклическим, анаэробным г) линейным, анаэробным

22. Определите чистый выход АТФ при полном окислении каждой молекулы ПВК:

а) 8 б) 12 в) 15 г) 35 д) 38

23. Основная биологическая роль цикла ди- и трикарбоновых кислот заключается в:

а) синтезе АТФ в ходе субстратного фосфорилирования б) накоплении восстановительного потенциала для работы ЭТЦ

дыхания в) биосинтезе ЩУК

г) высвобождении СО2 в ходе окисления субстратов д) окислении карбоновых кислот

24. Энергетический выход глиоксилатного цикла (в эквивалентах АТФ) составляет:

а) 1 б) 2 в) 3 г) 4 д) 8

25. Окислительный пентозофосфатный цикл обычно преобладает над гликолитическим в растениях:

41

а) молодых б) зрелых в) старых

г) не зависит от возраста

26. Фермент РДФ-карбоксилаза участвует в:

а) цикле Кребса б) гликолизе

в) пентозофосфатном пути г) глиоксилатном цикле

д) ни в одном из перечисленных

27. В ходе работы ЭТЦ в мембранах митохондрий среда в межмембранном пространстве:

а) закисляется б) защелачивается в) нейтрализуется г) не меняется

28. Если содержание кислорода в атмосфере уменьшить вдвое, то интенсивность дыхания растений:

а) увеличится б) уменьшится

в) практически не изменится

29. Единица измерения интенсивности дыхания:

а) мг СО2/г·ч б) мг Н2О/г·ч

в) мг СО2/г г) мг СО2/г·см3 д) мг О2/см3·ч

30. В условиях небольшого водного дефицита растительных тканей:

а) интенсивность дыхания увеличивается, КПД снижается б) интенсивность дыхания и КПД снижаются в) интенсивность дыхания снижается, КПД увеличивается г) интенсивность дыхания и КПД увеличиваются

42

МИНЕРАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ РАСТЕНИЙ

Этот раздел физиологии растений посвящен изучению процессов поглощения минеральных ионов из среды обитания, их связывания, ассимиляции и транспорта по клеткам и тканям к местам потребления.

Основателем учения о минеральном питании растений является немецкий химик Юстус Либих, который в 1840 г. выпустил книгу «Химия в приложении к земледелию и физиологии». В ней он утверждал, что основа плодородия почвы – минеральные соли. Элементный минеральный состав не только растений, но и всей биосферы формируется благодаря поглотительной деятельности растений.

Основные термины и понятия, необходимые для изучения

Гумусовая, водная и минеральная теории минерального питаний. Органогены, макро-, микро- и ультрамикроэлементы. Питательные смеси; уравновешенные растворы, антагонистическое, синергическое и аддитивное взаимодействие ионов, симптомы недостатка минеральных элементов.

Фазы поглощения минеральных веществ, роль клеточных стенок, пути преодоления мембран; активный и пассивный транспорт ионов, ионофоры; радиальный транспорт ионов; контактный обмен. Дальний транспорт минеральных веществ.

Круговорот азота в природе: биологическая азотфиксация, аммонификация, нитрификация и денитрификация. Свободноживущие, симбиотические и ассоциативные азотфиксаторы. Круговорот азота в растениях: восстановление нитратов, катионы аммония – первичные амиды, реутилизация азота. Физиологическая роль серы и фосфора, пути и формы поступления в растения, круговороты в природе.

Физиологическая роль макро- и микроэлементов, признаки недостаточности и пути их устранения. Физиологические основы применения удобрений.

43

Работа 1

МИКРОХИМИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ ЗОЛЫ

Зола, получаемая при сжигании растений, содержит большое количество микроэлементов, среди которых различают макроэлементы (фосфор, сера, калий, кальций, магний) и микроэлементы (железо, медь, цинк, марганец, молибден, бор и ряд других).

Для изучения химического состава золы можно использовать микрохимический метод, для которого требуется небольшое количество материала.

Ход работы. Насыпать в пробирку небольшое количество золы и залить ее примерно четырехкратным объемом 10 % HСl. Отфильтровать полученный раствор в чистую пробирку через мелкий фильтр. Провести на предметных стеклах реакции на Са, Mg, P и Fe. Для этого тупым концом стеклянной палочки нанести на предметное стекло маленькую каплю вытяжки и на расстоянии 4–5 мм от нее – каплю соответствующего реактива. Затем заостренным концом стеклянной палочки соединить капли дугообразным каналом. В месте соединения произойдет реакция, причем по краям канала будет наблюдаться быстрая кристаллизация продуктов реакции (рис. 3). Рассмотреть образующиеся кристаллы в микроскоп. Стеклянные палочки вымыть и вытереть фильтровальной бумагой.

Реактивом на кальций служит 1 % серная кислота. При этом хлористый кальций, содержащийся в вытяжке, реагирует с кислотой по уравнению:

CaCl2 + H2SO4 = CaSO4

+ 2НСl.

Рис. 3. Кристаллы сульфата кальция

Образующийся гипс осаждается в виде игольчатых кристаллов.

Образуется фосфорно-аммиачно-магнезиальная соль, кристаллизующаяся в виде прямоугольников, крышечек, звезд или крыльев

(рис. 4), в результате реакции: MgCl2 + NaHPO4 + NH3 = NH4MgPO4 + 2NaCl.

44

Для обнаружения магния к капле испытуемого раствора следует сначала добавить каплю раствора аммиака, а затем соединить канальцем с реактивом, которым служит 1 % раствор фосфорнокислого натрия.

Для обнаружения фосфора соединить каплю вытяжки с 1 % раствором молибдата аммония в азотной кислоте (рис. 5). Получается зеленовато-желтый осадок фосфорно-молибденового аммиака:

H3PO4 + 12(NH4)2MoO4 + 21HNO3 = (NH4)3PO4·12MoO3 + 21NH4NO3 + 12H2O.

Железо можно обнаружить с помощью раствора желтой кровяной соли. В результате реакции образуется берлинская лазурь. Реакцию на железо рекомендуется проводить в пробирке: к остатку зольной вытяжки добавлять по каплям раствор желтой кровяной соли до появления синей окраски.

4FeCl3 + 3K4[Fe/CN/6] = Fe4[Fe/CN/6]3 + 12КСl.

Результаты оформить в виде рисунков кристаллов гипса, фос- форно-молибденового аммиака. Записать уравнения реакций.

45

Работа 2

ОБНАРУЖЕНИЕ НИТРАТОВ В РАСТЕНИЯХ

Соли азотной кислоты (нитраты), поглощаемые корнями из почвы, в растении восстанавливаются до аммиака, который связывается кетокислотами (пировиноградной, щавелевоуксусной, α- кетоглутаровой), образуя в процессе аминирования так называемые первичные аминокислоты – аланин, аспарагиновую и глутаминовую. Другие аминокислоты образуются путем переаминирования. Значительная часть аммиака связывается также в процессе аминирования.

При достаточно высоком содержании растворимых углеводов и высокой активности соответствующих ферментов перечисленные биохимические процессы происходят в корнях. Однако часть нитратов (нередко весьма значительная) может пройти через паренхиму корня в неизменном виде. В этом случае нитраты поднимаются с восходящим током к листьям, где и происходит их восстановление.

Для обнаружения нитратов можно использовать реакцию с дифениламином, который в присутствии иона NO3− дает синюю ани-

линовую окраску. По интенсивности посинения можно приблизительно судить о количестве нитратов в исследуемом объекте.

Ход работы. Поместить на белую тарелку кусочки черешка и листовой пластинки какого-либо растения. Размять эти кусочки стеклянной палочкой (палочку каждый раз споласкивать чистой водой и вытирать) и облить раствором дифениламина в крепкой серной кислоте. Исследовать 2–3 растения разных видов. Желательно провести также анализы растений одного вида, произраставших в различных условиях.

Результаты записать в таблицу, оценивая посинение по пятибалльной системе.

В выводах указать:

1.В каких органах исследованных растений происходило восстановление нитратов.

2.Как влияют внешние условия на содержание нитратов в листьях.

46

Работа 3

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ОБЪЕМА КОРНЕВОЙ СИСТЕМЫ

Для измерения корней применяется объемомер, состоящий из цилиндра, дно которого соединяется каучуковой трубкой с пипеткой с делениями на 0,01мл. В цилиндр наливается вода в количестве, достаточном для погружения измеряемой корневой системы, а пипетка устанавливается на такой высоте, чтобы мениск воды показался у края градуированной части пипетки, обращенной к каучуковой трубке. Чувствительность прибора определяется углом наклона пипетки: чем ближе к горизонтальному направлению расположена пипетка, тем чувствительнее прибор.

При погружении в воду исследованных корней уровень жидкости в цилиндре повысится, вызвав сдвиг мениска в пипетке. Вынимают корни из цилиндра и определяют их объем по количеству воды, которое нужно долить, чтобы вызвать такой же сдвиг мениска в пипетке.

Ход работы. Для исследования берут корни растений, выращенные в водной культуре, или корни, извлеченные из почвы и тщательно отмытые от комочков почвы путем погружения на несколько часов в 3 % раствор перекиси водорода. Если исследуют проростки злаков, то необходимо срезать с них остатки зерновок.

Собрать прибор и заполнить его кипяченой водой (рис. 6).

Рис. 6. Прибор Д. А. Сабинина и И. И. Колосова для определения объема корня: 1 – цилиндрический сосуд; 2 – оттянутый конец; 3 – каучуковая трубка; 4 – градуированная пипетка; 5 – пробка; А – исходный уровень воды в цилиндре; В – уровень воды в цилиндре после погружения корней; А’ – исходное положение мениска в пипетке; В’ – положение мениска в пипетке после погружения

47

Взять несколько растений и собрать их в пучок так, чтобы корневые шейки находились на одном уровне. Укрепить пучок с помощью ваты в отверстии разрезанной пополам пробки и перевязать обе половинки пробки ниткой. Удалить с корней капли воды влажной фильтровальной бумагой.

Отметить исходное положение мениска в пипетке (1), погрузить в цилиндр корневую систему и отметить второе положение мениска (2). Вынуть корни из цилиндра и перенести их в стакан с водой (это делается для того, чтобы корни для последующего определения не подвяли).

При извлечении корней из прибора с ними неизбежно уносится какое-то количество воды, которое необходимо восполнить, доливая в цилиндр столько воды, чтобы мениск пипетки вновь занял положение 1 (объем воды, израсходованный для этой цели не учитывается).

Долить бюретку до нулевого деления. Осторожно, по каплям добавлять воду из бюретки в цилиндр до тех пор, пока мениск в пипетке не дойдет до положения 2. Записать объем прилитой воды, который равен объему измеряемых корней.

Во время операций положение пипетки в приборе должно оставаться постоянным (малейшее прикосновение к пипетке может изменить ее наклон, что приведет к грубой ошибке).

Проделать определение 3 раза и вычислить среднюю величину. Результаты записать в таблицу.

По окончании работы снять пипетку, обезжирить ее хромовой смесью и тщательно промыть водой. Вылить воду из цилиндра и вымыть его.

48

Работа 4

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ОБЩЕЙ И РАБОЧЕЙ АДСОРБИРУЮЩЕЙ ПОВЕРХНОСТИ КОРНЕЙ

Способ определения адсорбирующей поверхности корней, предложенный Д. А. Сабининым и И. И. Колосовым, основан на представлении об адсорбционном характере начального этапа поглощения веществ корнями растений. Определить поглощающую поверхность корней можно по адсорбции ими какого-либо иона, допуская, что при этом происходит равномерное покрытие поверхности корней мономолекулярным слоем адсорбируемого вещества. В качестве адсорбирующего вещества служит метиленовая синь, поглощение которой можно точно определить колориметрически по изменению концентрации опытного раствора. При этом известно, что 1 мг метиленовой сини при мономолекулярной адсорбции покрывает 1,1 мг поверхности адсорбента.

При погружении корней в раствор метиленовой сини она через 1,5–2 мин появляется внутри первого слоя клеток. И. И. Колосов установил, что при двукратном полутораминутном погружении корневой системы в раствор метиленовой сини концентрации 0,0002М происходит адсорбционное насыщение как деятельной, так и недеятельной поверхности корневой системы.

При третьем полутораминутном погружении метиленовая синь поглощается только деятельной поверхностью, которая за этот промежуток времени десорбировала поглощенную ранее метиленовую синь внутрь клеток. Следовательно, рабочую адсорбирующую поверхность корней мы узнаем по изменению концентрации метиленовой сини при третьем погружении корней. Общая поверхность может быть определена по количеству поглощенной метиленовой сини при первых двух погружениях, когда достигнуто полное адсорбционное насыщение деятельной и недеятельной поверхности корней.

Ход работы. Налить из бюретки в три стакана одинаковое количество 0,0002М раствора метиленовой сини. Объем раствора в стакане должен быть примерно в 10 раз больше объема корневой системы. Стаканы необходимо пронумеровать. Записать объем налитого раствора в таблицу (см. ниже).

Корни, извлеченные из сосуда с водой, осторожно обсушить фильтровальной бумагой и погрузить последовательно в три стакана с метиленовой синью на 1,5 мин в каждый стакан. При этом рас-

49

творы необходимо перемешивать путем осторожного поворачивания корней.

Определить при помощи колориметра концентрацию метиленовой сини в стаканах после пребывания в них корней, используя в качестве стандартного раствора исходный раствор метиленовой сини, разбавленный в 10 раз (1 часть раствора + 9 частей дистиллированной воды). Опытные растворы также необходимо развести в 10 раз. Приготавливать растворы следует в чистых сухих пронумерованных колбах.

Умножая объем раствора в стакане на концентрацию раствора, вычислить количество метиленовой сини до и после погружения корней и по разнице полученных величин – количество краски, поглощенной корневой системой. Поглощение метиленовой сини в первых двух стаканах характеризует общую адсорбирующую поверхность корня, поглощение в третьем стакане – рабочую адсорбирующую поверхность.

Умножая количество миллиграмм поглощенной метиленовой сини на 1,1, получим величину поверхности в квадратных метрах.

Полученные данные занести в таблицу.

50