- •Методы общей бактериологии
- •Введение
- •Бактериологическая лаборатория
- •Помещение бактериологической лаборатории и оборудование рабочего места
- •Правила работы и поведения в лаборатории
- •Уборка лабораторного помещения
- •Мытье и обработка лабораторной посуды
- •Дезинфекция
- •Стерилизация
- •Подготовка и стерилизация лабораторного оборудования
- •Виды стерилизации
- •Микроскопические методы исследования
- •Приготовление препаратов для микроскопииживых микроорганизмов
- •Приготовление мазков
- •Окраска мазков
- •Простые методы окраски мазков
- •Окраска по Муромцеву
- •Сложные (дифференциальные) методы окраски мазков
- •Окраска по Граму
- •Видоизменения метода окраски по Граму
- •Окраска по Граму в модификации Хукера.
- •Выполнение метода:
- •Окраска по Граму в модификации Берка.
- •Выполнение метода:
- •Модификация по Синеву.
- •Модификация по Эткинсу.
- •Техника окраски:
- •Окраска кислотоустойчивых микробов
- •Окраска по методу Циль-Нильсена
- •Окраска в модификации Синева.
- •Метод Труантадля окрашивания на кислотоустойчивость.
- •Выполнение методики:
- •Метод Гонзеля
- •Метод Бунге и Траутенрота
- •Окраска по Вейксельбауму (на спиртоустойчивость)
- •Окраска по Грам-Муху (на грамофильную зернистость)
- •Модификация окраски Грам—Муха
- •Способ Нейссера
- •Метод Пью (окраска метахроматических зерен)
- •Модификация Саватеева.
- •Окраска по Романовскому-Гимза
- •Окраска капсул
- •Метод окраски капсул по Дюгиду
- •Метод окраски капсул по Гиссу
- •Метод окраски капсул по Антони
- •Способ Михина
- •Способ Гисса
- •Способ Ольта
- •Модификация способа Ольта.
- •Способ Ребигера
- •Способ Гусельниковой
- •Способ Кауфмана
- •Способ Ионе
- •Окраска спор
- •Метод окрашивания эндоспор по Дорнеру
- •Метод окраски эндоспор по Шефферу–Фултону
- •Метод Виртца в модификации Саватеева
- •Модификация Шеффер и Фултона.
- •Способ Пешкова
- •Способ Мюллера
- •Способ Ауески
- •Способ Клейна
- •Окраска жгутиков
- •Метод окраски жгутиков по Грэю
- •Методика:
- •Метод окраски жгутиков по Ляйфсону
- •Методика:
- •Окраска жгутиков серебрением
- •Техника окраски.
- •Способ Уварова
- •Способ Леффлера
- •Способ Инуйе
- •Способ Бениньетти и Джино
- •Цитоплазматические включения
- •Окрашивание поли-β-оксимасляной кислоты
- •Окрашивание полифосфата
- •Окрашивание полисахаридов с использованием реактива Шиффа
- •Метод окраски полисахаридов альциановым синим
- •Питательные среды
- •Техника посева микроорганизмов
- •Техника посевов на плотные и жидкие питательные среды
- •Получение чистых культур
- •Посев штрихом
- •Получение чистой культуры методом рассева в глубине среды (по Коху)
- •Выделение чистой культуры по способу Дригальского
- •Анаэростат для культивирования анаэробов
- •Методы, позволяющие изучить культуральные свойства микроорганизмов
- •Рост микробов на плотной питательной среде
- •Особенности микробного роста на жидких питательных средах
- •Рост на полужидкой питательной среде
- •Методы изучения биохимических свойств микроорганизмов
- •Сахаролитические свойства микроорганизмов
- •Протеолитические свойства микроорганизмов
- •Определение протеолитической активности микробов
- •Определение индола в культуре микроорганизмов
- •Определение сероводорода
- •Окислительно-восстановительные свойства микроорганизмов
- •Определение редуцирующей способности
- •Определение фермента каталазы
- •Определение чувствительности микроорганизмов к антибиотикам
- •Лабораторные животные
- •Краткие сведения о содержании, разведении, кормлении и заболеваниях лабораторных животных
- •Правила пополнения вивария новыми животными
- •Правила содержания экспериментальных животных в виварии
- •Уборка и дезинфекция вивария
- •Личная гигиена работников питомника (вивария)
- •Правила кормления лабораторных животных
- •Заболевания лабораторных животных
- •Подготовка животных к заражению
- •Фиксация, методы заражения и взятия крови у лабораторных животных
- •Способы заражения
- •Наркоз лабораторных животных
- •Внутрикожный метод
- •Подкожный способ заражения
- •Внутримышечный способ заражения
- •Внутрибрюшинный способ заражения
- •Внутривенное заражение кроликов
- •Внутривенное заражение крыс и мышей
- •Заражение через пищеварительный тракт
- •Заражение через дыхательные пути (интраназальное заражение)
- •Заражение в переднюю камеру глаза (интраокулярный метод)
- •Внутримозговой метод (интрацеребральный)
- •Внутриплевральный метод
- •Содержание животных под опытом
- •Взятие крови у лабораторных животных и ее обработка
- •Умерщвление и вскрытие лабораторных животных
- •Вскрытие животных
- •Определение вирулентности микробов
- •Определение токсигенности микробов
- •Литература
- •Оглавление
- •Методы общей бактериологии
Заражение через пищеварительный тракт
Заразить животное через рот можно двумя способами. Материал, предназначенный для заражения, примешивают к корму или питью животного. Такой способ является наиболее простым и естественным, однако, в лабораторной практике применение его ограничено, поскольку количество материала, попадающее в организм заражаемого животного, не подлежит точному учету. Поэтому значительно чаще материал, предназначенный для заражения, вводят животному шприцем, игла которого имеет незначительный изгиб и утолщение на конце в виде оливы. Наличие изгиба допускает введение иглы в пищевод животного. Диаметр иглы для мышей должен быть не более 1 мм, для крыс—1,5 мм, длина, соответственно, 35-45 и 70-75 мм.
Крыс и мышей фиксируют перед заражением в вертикальном положении: одной рукой помощник держит животное за складку кожи на затылке, около ушей, другой—за корень хвоста. Животным открывают рот браншами пинцета, вставляя их между нижней и верхней челюстями. Иглу, введенную в рот, продвигают по задней стенке глотки на глубину 1 см у мышей и 2—2,5 см у крыс. На указанной глубине игле придают вертикальное положение. Процесс введения иглы, как правило, затруднений не представляет, конец ее проникает непосредственно в желудок или нижний отдел пищевода. Количество материала, вводимого за один раз в желудок мышей, должно быть не более 1 мл, взрослым крысам — не более 3,5 мл (рис. 12).
При пероральном введении жидкостей мелким лабораторным удобнее пользоваться полихлорвиниловой трубкой, представляющей собой наружную оболочку одного провода многожильного телефонного кабеля, из которого удален проводник. Длина трубки 15—17 см, наружный диаметр 1—1,5 мм, такой эластический зонд при незначительном усилии легко проникает из полости рта в пищевод и желудок животного, не требуя строгого ограничения глубины введения, так как даже при излишне глубоком введении стенки желудка не повреждаются.
Вводимая жидкость дозируется с помощью шприца, на сосок которого надевают эластический зонд, внутренний просвет которого 0,5—0,7 мм.
Морских свинок и кроликов перед заражением per os фиксируют в нормальном для животного положении. Удобнее всего завернуть их в полотенце и посадить к помощнику на колени.
Заразный материал вводят через эластический зонд. Для этой цели обычно выбирают катетер из наиболее мягкой и эластичной резины длиной 7,5—8 см и толщиной не более 0,3—0,5 см.
Рис. 12. Заражение через пищеварительный тракт
Перед введением зонда в рот животному вставляют роторасширитель или, как его называют, «зевник», который представляет собой дощечку с круглым отверстием в середине. Ширина дощечки для кролика равна 2 см, для морской свинки —1 см. Через отверстие вставленного в рот «зевника» осторожно вводят в пищевод зонд, смазанный вазелином или глицерином. Для того чтобы облегчить введение зонда, животному вливают пипеткой в рот несколько капель воды, вызывая глотательные движения, во время которых зонд легко, без внешнего воздействия продвигается в глубь пищевода. Наружный конец введенного зонда присоединяют к шприцу, наполненному материалом, который вводят в желудок медленно в количестве 2,5—3,5 мл морским свинкам и 3,5—5 мл кроликам.