Цитология (Э.К.Гасымов)

101

Рис. 3.27. Схематический рисунок молекулы немышечного миозина II в составе которого имеется мономер, димер, октамер и минифиламент миозин II.

Хвостовые части тяжёлых цепей, переплетаясь между собой в виде спирали, образуют димер миозина II. Таким образом, каждый димер миозина II имеет 2 тяжёлые и 4 лёгкие цепи.

Однако не все молекулы миозина имеют димерное строение. У некоторых миозинов (см. далее) хвостовые части тяжёлых цепей не переплетаются между собой и молекулы таких миозинов остаются в виде мономеров. Принимая во внимание вышесказанное, белок миозин димерного строения имеет две головки, а мономерного - одну.

Среди структур образованных из молекул миозина особое место занимают толстые филаменты, длина которых составляет 15-16 нм. В организации миозиновых филаментов в составе актин-миозинового комплекса участвуют только молекулы миозина димерного строения.

Следует отметить, что актин-миозиновые комплексы как в немышечных клетках, так и в гладкомышечных миоцитах и в поперечнополосатых мышечных волокнах имеют в целом общий принцип строения, однако есть и отличия. Поэтому, учитывая более сложные особенности строения толстых филаментов миозина II в поперечнополосатых мышечных волокнах, остановимся в качестве примера на актин-миозиновых связях, в составе немышечных клеток (немышечный миозин, минимиозин).

Минифиламент миозина II немышечных клеток состоит всего из 8 молекул миозина, имеющих две головки (димеры). В процессе организации минифиламентов концевые участки хвостовых частей двух молекул миозина II, располагаясь рядом на расстоянии 14 нм друг от друга, объединяясь, образуют тетрамеры.

Середина этого тетрамера состоит только из хвостов димеров, а на обоих концах располагаются головки миозиновых димеров. В последующих этапах образовавшиеся тетрамеры близко расположены (14-16 нм. в области головок) к первому тетрамеру, связываются и формируют минифиламент миозина II, у которого центральная часть

102

остаётся гладкой (за счёт хвостов), а на обоих концах располагаются головки молекул миозина. Образование толстых филаментов (мышечный миозин) происходит аналогично, но в отличие от вышеизложенного, количество тетрамеров, образующих центральный участок толстых филаментов, бывает больше. Во вторых, в результате соединений соответствующих белков в составе головок димеров миозина II длина толстых филаментов может увеличиваться.

Минифиламенты миозина II располагаются параллельно актиновым, положительный

(+) и отрицательный (-) концы которых расположены противоположного друг к другу, т.е. антипараллельно. Так формируется актин-миозиновый комплекс (рис 3.28). Положительный (+) конец актиновых нитей комплекса с помощью специальных белков поддерживает их в неподвижном (и без движения) состоянии. Активируясь в результате гидролиза АТФ, головки миозина II вступают в точечные связи со всеми окружающими их актиновыми филаментами и тянут их к центральному (оголенному) участку миозина II.

Врезультате положительные (+) концы противоположных актиновых нитей сближаются, создавая условие для сокращения.

Исследования H.E.Haksli с сотрудниками (1957 г) методами электронной микроскопии и рентгеноструктурного анализа позволили им выдвинуть теорию скольжения филаментов, которая в настоящее время общепринята.

Вформировании актин-миозиновых комплексов могут принимать участие как димеры миозина (с двумя головками), так и мономеры (с одной головкой). Первые из названных молекул миозина именуются стандартными, а вторые - не стандартными.

Нестандартной молекулой является миозин I.

Мономер молекулы миозина I состоит из головки и хвостовой части. Головка имеет АТФазную активность и по строению сходна с головкой миозина II. Однако хвостовая часть короткая и не образует димер (рис. 3.29).

Рис.3.28. Схематический рисунок комплекса актин-миозина в расслабленном (сверху) и сокращенном (снизу) состояниях.

Молекулы миозина I участвуют в перемещении пузырьков и органелл в цитоплазме. Для этого их короткая хвостовая часть связывается с пузырьком или органеллой в составе цитоплазмы, а головка связывается только с одним актиновым филаментом (рис. 3.29).

103

Рис.3.29. Схематический рисунок комплекса актин-миозина с участием молекулы миозин I. При гидролизе АТФ на головке, молекулы миозина I активизируясь, перемещаются к (+) концу актиновых филаментов и одновременно перемещают пузырьки и органеллы, связанные с их хвостом.

РЕСНИЧКИ И ЖГУТИКИ Реснички и жгутики, как и микроворсинки, которые являются пальцевидными

выростами плазмолеммы, обнаруживаются на свободных поверхностях клетки.

Вотличие от микроворсинок основу ресничек и жгутиков образуют не актиновые филаменты, а аксонема, состоящая из микротрубочек и связанных с ними белков.

Хотя общий план строения ресничек и жгутиков почти одинаковый, имеются однако и следующие отличительные признаки:

-длина ресничек короче жгутиков, так, длина ресничек колеблется от 2- до 10 мкм, а длина жгутиков сперматозоида человека достигает примерно 50-70 мкм.

-количество ресничек одной клетки гораздо больше, чем количество жгутиков. Жгутиков может быть 1-2, а ресничкек сотни.

-жгутики встречаются у человека только у сперматозоидов, а реснички во многих различных местах организма: в дыхательных путях, в некоторых отделах половых путей, в эпендимных клетках выстилающих полости мозга, в органах слуха и равновесия.

При помощи ресничек обеспечивается продвижение слизи, жидкости вдоль поверхности этих клеток. Жгутики обеспечивают движение самой клетки в жидкой среде.

Ворганизме человека многочисленные реснички содержат клетки реснитчатого эпителия дыхательных и половых путей (рис 3.30) .

104

Рис.3.30. Сканирующий электронно-микроскопический рисунок реснитчатых клеток (маточные трубы мыши). Наряду с реснитчатыми клетками видны клетки с микроворсинками.

Координированные колебательные движения ресничек образуют на свободной поверхности однонаправленные волны, которые обеспечивают, например, продвижение яйцеклетки по яйцеводу или постоянное продвижение по дыхательным путям слизи с осевшими на ней частицами пыли и остатками слущивающихся эпителиальных клеток.

Общий принцип строения, функционирования и образования ресничек и жгутиков мы рассмотрим на примере реснички.

Реснички, выросты клетки покрытые плазматической мембраной длиной 5-10 мкм, шириной 0,2 мкм. У каждой реснички имеется основание, стержень и апикальная часть

(рис. 3.31).

Рис.3.31. Электронно-микроскопический рисунок реснитчатых клеток стенки бронхов. Наряду с продольными и с косыми срезами ресничек видны также микроворсинки.

В основании каждой реснички расположено базальное тельце или кинетосом. Длина базального тельца 1 мкм, по строению подобно центриоли состоит из 9 триплетов микротрубочек (рис 3.32 В). Базальное тельце служит матрицей для формирования аксонемы - стержня реснички, и каждый из 9 триплетов формирует 9 дуплетов микротрубочек аксонемы (рис 3.32 А). Базальное тельце погружено в цитоплазму и ассоциировано с плазматической мембраной при помощи специальных белков. В местах расположения базальных телец имеется уплотнение элементов кортикальной цитоплазмы. У оснований базальных телец погруженных в цитоплазму имеется один или несколько корешков, состоящих из филаментов поперечнополосатой структуры. Соседние базальные тельца связываются друг с другом базальными ножками пластинчатой формы. Корешки и базальные ножки играют роль якоря для непосредственно связанных с ними ресничек, создавая для них опору необходимую при их движении. Базальные тельца соседних ресничек связываются друг с другом при помощи так называемых базальных ножек, которые состоят из специальных белков.

Стержень ресничек, покрытый клеточной оболочкой, состоит из аксонемы (axon-ось, nema-нить). Аксонема - это система микротрубочек и связанных с ними белков. При этом 9 пар (дуплетов) микротрубочек расположены по периферии, а одна пара - центрально. Центральная пара микротрубочек, несмотря на свое свободное расположение, со всех сторон

105

окружена так называемой центральной оболочкой из тонких фибриллярных белков. Отходящие от этой оболочки белки в форме радиальных стержней связываются с периферическими дуплетами.

Рис. 3.32. Схематический рисунок структур участвующих в формировании ресничек. А - строение аксонемы ресничек.

В - строение ресничек в продольном срезе и топографическое положение микротрубочек в поперечных срезах различных частей реснички.

Каждая центральная пара микротрубочек состоит из 13-ти протофиламентов.

В каждом периферическом дуплете различают 1 полную (А) микротрубочку, т.е. состоящую из 13 – ти протофиламентов и связанную с ней полную (В) микротрубочку, состоящую из 10- 11-ти протофиламентов (рис. 3.32 А).

Белок тектин на стенке микротрубочки А обеспечивает ее соединение с микротрубочкой В.

Периферические дуплеты микротрубочек соединяются друг с другом при помощи белка несксина, а также при помощи белков, состав которых не уточнен, с плазматической мембраной.

Наряду с вышеуказанным к микротрубочке А со стороны обращенной к соседнему дуплету на расстоянии каждых 24 нм в определенном состоянии (наружном и внутреннем) присоединены 2 молекулы белка динеина. А точнее основание фибриллярной части динеина связаны с микротрубочками А, в то время как их головки обращены в сторону соседней микротрубочки В. Эти протянутые тяжи из белка динеина называются динеиновыми ручками (рис. 3.32 А).

106

Формулу аксонемы записывают следующим образом (9×2)+2. Плюс концы микротрубочек аксонемы расположены на вершине реснички, минус концы обращены к

Глобулярные головки динеина обладают АТФ-азной активностью. При гидролизе АТФ высвобождается энергия, благодаря которой происходит скольжение головок динеина по поверхности В микротрубочки соседней пары по направлению к ее (-) концу, т.е. в направлении базального тельца. При этом фибриллярная часть динеина на А микротрубочке сгибает ее в сторону соседнего дуплета, точнее происходит скольжение соседних дуплетов относительно друг к другу. А поскольку дуплеты соединены между собой белком нексином происходит сгибание реснички в целом.

Описанные волнообразные движения носят циклический характер и называются биением реснички. В этом цикле различают рабочую фазу - изгиб реснички вперед и фазу возврата - в исходное состояние (рис. 3.33).

Биение ресничек, присутствующих в эпителиальных клетках воздухоносных и половых путей, перемещает слизь с инородными частицами и остатками отмерших клеток и создает ток жидкости около клеточной поверхности. Так, к примеру, доказано, что в носовой полости циклическое волнообразное движение ресничек происходит со скоростью 6 и более мм в одну минуту, результатом чего и является очищение поступившего воздуха.

Рис.3.33. Движение реснички. На рисунке показано биение ресничек которое имеет две фазы: рабочая фаза и фаза возврата. Благодаря такому движению обеспечивается продвижение слизи.

Известен ряд наследственных патологий, обусловленных неподвижностью ресничек и жгутиков, что связанно с мутацией синтеза белков, обеспечивающих движение ресничек и жгутиков. Одна из таких форм мутаций, связанная с нарушением работы динеиновых ручек,

приводит к синдрому неподвижных ресничек. Например, причина синдрома Картагенера

(синдром неподвижных ресничек), который сопровождается хроническими заболеваниями дыхательной системы (хронический бронхит, ринит), является отсутствие динеиновых ручек в ресничках респираторного эпителия. Мужчины больные синдромом Картагенера страдают бесплодием, обусловленным неподвижностью сперматозоидов, что так же является следствием мутации динеиновых генов. Более половины больных с подобным синдромом имеют sinus viseruv inversus транспозицию внутренних органов (сердце справа, печень слева), что в совокупности описывает синдром Картагенера.

Также следует отметить, что несмотря на то, что жгутики и реснички имеют общий план строения, механизм движения жгутиков до настоящего времени окончательно не выяснен.

107

ДВИЖЕНИЕ КЛЕТКИ

Кортикальная цитоплазма и элементы цитоскелета участвуют не только в движении отдельных частей клеток, но также обеспечивают перемещение самой клетки. Процессы происходящие при этом до конца не выяснены, но существуют сведения о механизмах движения фибробластов и подобных им клеток, нейтрофилов, лимфоцитов.

Для обеспечения движения этих клеток с участием цитоскелета происходят следующие последовательные процессы.

-во-первых, у таких клеток формируются передний конец по направлению движения и задний противоположный конец.

-клетки, способные к перемещению, образуют адгезивные контакты, выполняющие различные функции с окружающими элементами.

-на переднем полюсе клетки формируются выросты филоподии, ламеллоподии.

Скорость продвижения нейтрофилов и Т-лимфоцитов составляет 11 мкм/мин, а фибробласты и фибробластоподобные клетки перемещаются со скоростью 10 мкм/час. Поэтому, наверняка, существуют какие-то различия в механизмах их перемещения.

Фибробласты во время перемещения образуют адгезивные контакты с окружающими элементами межклеточного вещества, при этом множество точек адгезии формируются не только на передних полюсах, а также в области тела и заднего полюса клетки (рис 3.34). После того, как клетка обеспечивает стабильность своего положения, на передних концах в результате полимеризации актиновых филаментов и формирования паралелльных поддерживающих актиновых пучков образуются филоподии. Образовавшиеся филоподии также восстанавливают адгезивные контакты с окружающими элементами. Далее, сократительные актиновые пучки, которые прикреплены к точкам адгезии со стороны цитоплазмы (волокна напряжения) с участием филаментов миозина II обеспечивают перемещение ядросодержащей части – тела клетки. Таким образом, клетка перемещается в размере длины филоподий.

Рис. 3.34. А-перемещение фибробласта, В- перемещение Т-лимфоцитов. Схематический рисунок изменений формы клеток и их контактов во время их движения.

Более активное перемещение происходит у лимфоцитов, нейтрофилов. Существуют некоторые сведения о механизмах перемещения Т-лимфоцитов (рис 34). Как известно, эти клетки, покидая тимус, перемещаются в специфические зоны периферических органов иммунной системы или к очагам инфекции во время воспалительных реакции. Выяснилось, что для более ускоренного движения у этих клеток происходит перемещение белков

108

плазмолеммы, которые выполняют различные функции. Так на переднем полюсе клетки в области ламеллоподий концентрируются рецепторные белки, воспринимающие химические сигналы и связанные с ними белки. В средней части клетки на плазмолемме располагаются интегриновые молекулы – функциональный антиген лимфоцитов LFA-1, который взаимодействует с молекулами межклеточной адгезии мембраны эндотелиальных клеток сосудов. На задней части лимфоцитов в плазмолемме накапливаются множество различных белков, обеспечивающих межклеточные адгезивные контакты (CD-43, CD-44, β-1 интегрины и связанные с ними белки). Таким образом, активированные Т-лимфоциты образуют адгезию с эндотелиальными клетками лишь с центральной частью плазмолеммы тела клетки.

После воздействия хемоаттрактантов (химические сигналы) у Т –лимфоцитов, имеющих сферическую форму, в течении 60 сек с участием элементов кортикальной цитоплазмы вышеназванные белки цитоплазмы направленно перемещаются и в течении 60160 сек полностью завершается формирование передних, задних полюсов и ламеллоподий. Ровно через 3 мин (160 сек) активированный Т-лимфоцит начинает движение. Перемещение Т-лимфоцитов начинается после взаимодействия LFA-1-интегрина лимфоцита с молекулами межклеточной адгезии эндотелиоцитов. Это взаимодействие служит не только для адгезии этих клеток, а в основном как сигнал для включения механизмов перемещения Т- лимфоцитов. После взаимодействия этих молекул, сигнал передается при помощи белка талина внутрь к сократительным актиновым филаментам и в результате взаимодействия их с миозином структуры, расположенные в центральной части клетки перемещаются в сторону ламеллоподиий, то есть, к переднему полюсу. Далее задний конец клетки приближается к телу.

Надо отметить, что адгезивные контакты, образовавшиеся при перемещении лимфоцитов, очень слабые и элементы цитоскелета способны мгновенно перестраиваться. Полагают, что именно это обеспечивает их ускоренное движение.

Литература:

Barkalow KL, Italiano JE, Chou DE et al. Alpha-adducin dissociates from F-actin and spectrin during platelet activation. The Journal of Cell Biology, 2003; 161(3):557-570.

Bennett V, Baines AJ. Spectrin and ankyrin-based pathways: metazoan inventions for integrating cells into tissues. Physiological Reviews, 2001; 81(3): 13531392.

Li X, Bennett V. Identification of the spectrin subunit and domains required for formation of spectrin/adducin/actin complexes. J. Biol. Chem., 1996;271(26):15695702.

Mohler PJ, Gramolini AO, Bennett V. Ankyrins. Journal of Cell Science, 2002; 115:1565-1566. Mohler PJ, Splawski I, Napolitano C et al. A cardiac arrhythmia syndrome caused by loss of

ankyrin-B function. PNAS, 2004; 101(24):9137-9142.

Thorne RF, Legg JW, Isacke CM. The role of the CD44 transmembrane and cytoplasmic domains in co-ordinating adhesive and signalling events. Journal of Cell Science, 2004; 117:373-380.

Tsukita S, Yonemura S. Cortical actin organization: lessons from ERM

(ezrin/radixin/moesin) proteins. J. Biol. Chem., 1999; 274(49):34507-34510. Sitoskelet

Belmont LD, Mitchison TJ. Identification of a protein that interacts with tubulin dimers and increases the catastrophe rate of microtubules. Cell, 1996;84:623-631.

Desai A, Mitchison TJ. Microtubule polymerization dynamics. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 1997; 13:83-117.

Fuchs E, Cleveland DW. A structural scaffolding of intermediate filaments in health and disease. Science, 1998; 279(5350):514-519.

Harris ES, Li F, Higgs HN. The mouse formin, FRL, slows actin filament barbed end elongation, competes with capping protein, accelerates polymerization from monomers, and severs filaments. J. Biol. Chem., 2004; 279(19):20076-20087.

Kinoshita K, Arnal I, Desai A, Drechsel,DN, Hyman AA. Reconstitution of physiological microtubule dynamics using purified components. Science, 2001; 294:1340-1343.

Kodama A, Lechler T, Fuchs E. Coordinating cytoskeletal tracks to polarize cellular movements. J. Cell Biol., 2004; 167(2):203-207.

Leung CL, Liem RKH, Parry DA, Green KJ. The plakin family. Journal of Cell Science, 2001;

109

114:3409-3410.

Pope BJ, Zierler-Gould KM, Kuhne R, Weeds AG, Ball LJ. Solution structure of human cofilin. actin binding, pH sensitivity, and relationship to actin -depolymerizing factor. J. Biol. Chem., 2004; 279(6):4840-4848.

Slep KC, Rogers SL, Elliott SL, et al. Structural determinants for EB1-mediated recruitment of APC and spectraplakins to the microtubule plus end. J. Cell Biol., 2005; 168(4):587-598.

Steinert PM, Marekov LN et al. Keratin intermediate structure crosslinking studies yield quantitative information on molecular dimensions and mechanism of assembly.JMB 1993; 230(2):436-452.

Stuurman N, Heins S, Aebi U. Nuclear lamins: their structure, assembly, and interactions. J. Struct. Biol., 1998; 122:42-66.

Kirpiklər, qamçılar, xemomexaniki çeviricilər və hüceyrənin hərəkəti

Benashski SE, King SM. Investigation of protein-protein interactions within flagellar dynein using homobifunctional and zero-length crosslinking reagents.

Methods, 2000; 22:365-371.

Driksen ER. In Hafes ESE, ed. Scanning Electron Microscopic Atlas of Mammalian Reproduction. Tokyo. Igaku Shoin, 1975.

Gibbons F, Chauwin JF, Desposito M, Jose JV. A dynamical model of kinesin-microtubule motility assays. Biophys. J., 2001; 80(6):2515-26.

Goodenough UW, Heuser JE. Substructure of inner dynein arms, radial spokes, and the central pair/projection complex of cilia and flagella. J. Cell Biol., 1985; 100:2008-2018.

Gomez-Mouton C, Abad JL, Mira et al. Segregation of leading-edge and uropod components into specific lipid rafts during T cell polarization. PNAS ,2001, vol. 98, no. 17, p. 9642-9647.

Hendrickson TW, Perrone CA, Griffin P et al. IC138 is a WD-repeat dynein intermediate chain required for light chain assembly and regulation of flagellar bending. Mol. Biol. Cell, 2004; 15(12):5431-42.

Hiratsuka Y, Tada T, Oiwa K, Kanayama T, Uyeda TQ. Controlling the direction of kinesin-driven microtubule movements along microlithographic tracks. Biophys. J., 2001; 81(3):1555-61.

Hirokawa N, Noda Y, Okada Y. Kinesin and dynein superfamily proteins in organelle transport and cell division. Curr. Opin. Cell Biol., 1998; 10(1):60-73.

Huxley HE. The double array of filaments in cross-striated muscle. J. Biophys. Biochem. Cytol., 1957; 3:631-648.

Huxley HE. Fifty years of muscle and the sliding filament hypothesis. Eur. J. Biochem., 2004; 271:1403-1415.

Kasprzak AA, Hajdo L. Directionality of kinesin motors. Acta Biochim. Pol., 2002; 49(4):813-21. King, S. AAA domains and organization of the dynein motor unit. J. Cell Sci., 2000; 113:2521-2526. Lee JH, Katakai T, Hara T. et al. Roles of p-ERM and Rho-ROCK signaling in lymphocyte polarity

and uropod formation. JCB ,2005, Volume 167, Number 2, 327-337.

Mandelkow E, Mandelkow EM. Kinesin motors and disease. Trends Cell Biol, 2002; 12(12):585-91. Mizuno N, Toba S, Edamatsu M et al. Dynein and kinesin share an overlapping microtubule-binding

site. EMBO J., 2004; 23(13):2459-67.

Sakato M, King SM. Design and regulation of the AAA+ microtubule motor dynein. J. Struct. Biol., 2004; 146:58-71.

Sturgess J. Morphological characteristics of the bronchial mucosa in cystic fıbrosis. In: Quinton P., Martinez R, eds. Fluid and electrolyte transport in exocrine glands in cystic fibrosis. San Francisko, San Francisko Press, 1982.

Smith A., Carrasco YR., Stanley P. et al. A talin dependent LFA-1 focal zone is formed by rapidly migrating T lym-phocytes. JCB, 2005, v.170, no.1, p.141-151

Vale RD. The molecular motor toolbox for intracellular transport. Cell, 2003; 112:467-480.

Yun M, Zhang X, Park CG, Park HW, Endow SA. A structural pathway for activation of the kinesin motor ATPase. EMBO J., 2001; 20(11):2611-8.

Gibbons IR. Dynein family of motor proteins: present status and future questions. Cell Motil Cytoskeleton, 1995; 32:136-144.

Sleigh M A. The nature and action of respiratory tract cilia. In: Brain J D, Proctor D F, Reid L M (eds) Respiratory defense mechanisms. Part 1. Dekker: New York: 1977, pp.247 288.